操作要点：
1、将培养基在37℃水浴锅预热；准备一个15mL无菌的离心管，加入8mL预热培养基。
2、将冻存细胞从液氮罐中取出，快速放入37℃水浴锅中复温（可准备一洁净的烧杯，装满37℃的水，细胞冻存管取出后迅速放入烧杯内，再逐步转移到水浴锅中）。轻轻晃动冻存管，使细胞能在1~2min内*解冻，使细胞能尽快通过易受损的温度段（-5~0℃）。注意冻存管管口不能没入水中，BRL(大鼠肝细胞)避免引起污染。

3、用75%酒精擦拭冻存管后再置于超净台内，将管内细胞转移至准备好的离心管内，轻轻吹打液体，使细胞均匀分散，降低DMSO浓度，吹打时避免产生气泡。用新鲜培养基洗管壁2次，均转移至离心管内。
4、800rpm离心5min，弃上清，加入新鲜的培养基，吹打制成细胞悬液。
5、将细胞悬液转移至T25细胞瓶内，补加适量的培养基，轻轻晃动细胞瓶使细胞分布均匀，放入温箱内培养。
6、第二天观察细胞贴壁生长情况，换新鲜培养基以去除死细胞。继续培养，待细胞长至80~90%汇合时正常传代。一般刚复苏的细胞需经过2~3次传代，细胞活力恢复后才能进行后续的实验。

注意事项：
1. 接收到细胞，肉眼观察细胞培养基颜色，显微镜观察细胞生长情况，并对细胞进行不同倍数拍照（建议收到时的培养瓶拍一张照片，显微镜拍收到时的细胞100X,200X各一张）。
2.用75%的酒精消毒（建议配置75%的酒精的水是灭菌过的）。
3.严格无菌操作，打开细胞培养瓶。
4.将细胞培养瓶内的培养基用吸管*吸出（严禁直接倾倒），放入另一无菌容器中（建议换新的培养基培养细胞）。
5.用PBS 2-3ml/次轻轻洗细胞表面，洗3-4次遍，加入0.05%-EDTA1-1.5ml,显微镜下观察细胞变圆，轻轻拍打培养瓶直到细胞脱落，加入终止液终止。
6.1000rpm，5min离心，重悬细胞。
7.换新的细胞培养瓶，37℃，5%CO2培养。